Vaccination Covid-19 et grossesse

Archive pour la catégorie "Général"

Vaccination Covid-19 et grossesse

Publié le 7 juin, 2021 par Dr. Maher Ftouh

Selon les recommandations de l’OMS et de la société tunisienne de gynécologie obstétrique STGO, il est recommandé de nos jours de vacciner les femmes enceintes au delà de 14 semaines soit à partir du 4eme mois de grossesses par un vaccin type ARN ( Pfizer- BioNTech) afin de protéger ces femmes contre les conséquences qui peuvent être graves tel que la prématurité, l’embolie pulmonaire, l’insuffisance respiratoire aigue voir le décès.

Les femmes enceintes peuvent recevoir le vaccin si les avantages de la vaccination chez elles l’emportent sur les éventuels risques du vaccin.

Le protocole de vaccination consiste en deux injections à un interval de un mois, en cas d’antécédent d’infection Covid un délai de 3 mois est d’habitue préconisé avant la vaccination et une seule dose sera reçue injectée.

Il est aussi recommandé de vacciner les femmes allaitantes .

Dépistage du cancer du col

Publié le 27 mars, 2019 par Dr. Maher Ftouh

Voici quelques conseils sur le dépistage du cancer du col enregistès lors de mon passage à la Radio IFM

La PMA à l’heure de la vitrification ovocytaire

Publié le 9 avril, 2015 par Dr. Maher Ftouh

A la mémoire de notre ami cardiologue Férid SIALA

 

La vitrification ovocytaire est une technique de congélation rapide qui consiste à plonger brutalement les cellules dans de l’azote liquide à -196 °C, avec des produits appelés cryoprotecteurs. Cela permet d’éviter la formation de cristaux de glace dans l’ovocyte (composé à plus de 90 % d’eau) qui pourraient le déformer et réduire sa capacité à former un embryon.

docteur ftouh fécondation in vitro

Dans le cadre d’une fécondation in vitro classique nous retirons les ovocytes de la femme après une stimulation ovarienne puis le jour même ces derniers seront fécondés par les spermatozoïdes du conjoint.
Chez une de mes patiente et suite à une ponction ayant ramené 12 ovocytes nous avons été confrontés à une impossibilité de recueil de sperme  nous avons alors opté pour une vitrification des ovocytes.
Le cycle d’après cette patiente a été suivie par monitorage échographique puis en période féconde les ovocytes ont été décongelés puis fécondés par des spermatozoïdes frais, nous avons alors obtenu 2 embryons. Ces derniers on été replacés dans l’utérus et nous avons obtenu une grossesse unique. Il s’agit de la première grossesse Tunisienne après vitrification ovocytaire.

IVF Tunisia ftouh vitrifcation

Actuellement il est de pratique courante de congeler le sperme ou les embryons mais la vitrification ovocytaire peut être proposée comme une nouvelle alternative en cas d’impossibilité de recueil de sperme ou dans le cadre de la préservation la fertilité chez les femmes qui doivent subir un traitement oncologique vu que la chimiothérapie et la radiothérapie produisent des dommages irréversibles sur les ovules.
Cette réussite nous donne la confiance et le courage de continuer à progresser ensemble et espérons que les prochains cas aboutiront à des naissances vivantes. Cette réussite est le fruit des efforts conjoints de toute l’équipe du centre de procréation et en particulier aux compétences de nos pharmaciens biologistes Dr Chema Triki  et Dr Ben Aribia.
Je suis convaincu que d’ici quelques années la vitrification ovocytaire prendra le dessus sur la vitrification embryonnaire. Comme le dit bien Miguel Cervantès « où il y a de la vie, il y a de l’espoir » mais c’est encore plus beau de donner à ses patientes l’espoir de donner vie et puis d’assister à ce miracle par une naissance.

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Interview sur la grossesse

Publié le 28 novembre, 2014 par Dr. Maher Ftouh

Les étapes de la fécondation in Vitro

Publié le 18 mars, 2014 par Dr. Maher Ftouh

Le programme de traitement en fécondation in vitro requiert de nombreux rendez-vous qui préparent le couple à la technique. Le couple doit être informé au sujet des étapes complexes telles que l’injection de médicaments hormonaux, les risques et les effets secondaires, de même que les temps d’attente requis. Les traitements sont coûteux.

IVF

1. Stimulation des ovaires (superovulation)

La première étape consiste à administrer à la femme un traitement hormonal pour augmenter le nombre de follicules produits par les ovaires et contrôler parfaitement le moment de l’ovulation. La femme doit d’abord prendre un médicament hormonal, habituellement une gonadolibérine ou agoniste de la GnRH (Gonadotropin Releasing Hormone) afin de mettre les ovaires au repos (voir la section des médicaments). Puis, la femme s’injecte un autre médicament hormonal (la FSH, Follicule Stimulating Hormone) afin de stimuler les follicules pour les mener à maturation et leur permettre de produire plusieurs ovocytes. Lorsque les follicules ont assez grossi et que les niveaux d’hormones sont adéquats, l’ovulation est déclenchée par une injection d’hormone hCG (Human Chorionic Gonadotropin). L’échographie pelvienne par ultrasons et des prises de sang sont utilisées à chaque étape pour évaluer la croissance des follicules. Plus de follicules, plus d’ovules… Les ovaires de la femme produisent et libèrent habituellement un seul ovule par cycle. Bien que cela suffise pour une conception normale, la conception artificielle demande plus de possibilités. Il est donc nécessaire de stimuler l’activité ovarienne de la patiente. Les médicaments administrés lors d’un traitement en fécondation in vitro provoquent le développement de plusieurs follicules ovariens, augmentant ainsi le nombre possible d’ovules.

2. Prélèvement des ovocytes mûrs

Après 32 à 36 heures de stimulation hormonale, les ovocytes mûrs sont prélevés à l’aide d’un petit tube et d’une aiguille que l’on introduit dans le vagin. Cette intervention est réalisée sous anesthésie locale ou générale avec un contrôle échographique et peut être un peu douloureuse. Les ovocytes sont ensuite sélectionnés en laboratoire. Le sperme est prélevé quelques heures auparavant (ou décongelé le jour même), et les spermatozoïdes sont séparés du liquide séminal et conservés à 37°C.

Oocyte

3. Fertilisation

Quelques heures après leur récolte, les spermatozoïdes et les ovocytes sont mis en contact dans un liquide de culture pendant plusieurs heures à la température du corps. Les spermatozoïdes mobiles viennent spontanément, sans aide extérieure, au contact de l’ovocyte. Mais un seul spermatozoïde fécondera celui-ci. En général, 50% des ovocytes sont fécondés. Les ovocytes fécondés (ou zygotes) commencent à se multiplier. En 24 heures, les zygotes deviennent des embryons de 2 à 4 cellules.

embryon

4. Transfert embryonnaire

De 2 à 5 jours après la fertilisation, un ou deux embryons sont transférés dans l’utérus de la femme. Le transfert embryonnaire est un geste simple et indolore réalisé au moyen d’un cathéter fin et souple introduit par voie vaginale dans l’utérus. L’embryon est déposé à l’intérieur de l’utérus et s’y développe jusqu’à son implantation. Après cette étape cruciale, la femme peut habituellement reprendre ses activités normales. Certains effets secondaires sont parfois ressentis, tels que l’engorgement et la sensibilité aux seins, un gonflement abdominal, de la constipation ou des crampes. Un ou plusieurs embryons (appelés surnuméraires) peuvent être aussi conservés grâce à la congélation pour des essais ultérieurs. Un cycle de fécondation in vitro dure environ deux semaines. La plupart du temps, plusieurs cycles de traitements sont nécessaires avant que la grossesse ne réussisse.

mot du Docteur FTOUH Maher

Il est difficile pour un couple ayant des difficultés à concevoir  de vivre avec l’idée d’être « stérile ». Concilier sexualité et fécondité est très difficile. Les rapports sexuels deviennent un « moyen » et uniquement un « moyen » utilisé « volontairement » pour avoir un enfant. Ceci aboutit à une perte du plaisir et même du désir.

Il faudra garder espoir car grâce aux différentes techniques de PMA, nous pouvons aider une partie de ces couples.

Notre but entant que gynécologue n’est pas uniquement d’obtenir une grossesse mais d’aider ces femmes à mener à terme leurs grossesses afin de partager avec eux les joies de la naissance et d’admirer au miracle de la vie.

foetus

Tout savoir sur l’insémination intra-utérine (IIU – IAC en Tunisie)

Publié le 17 mars, 2014 par Dr. Maher Ftouh


 

Quel Est IIU?

IIU est un traitement de fertilité qui utilise un cathéter pour placer un certain nombre de sperme lavé directement dans l’utérus. Le but de l’IIU est d’augmenter le nombre de spermatozoïdes qui atteignent les trompes de Fallope et ensuite augmenter les chances de fécondation.

Quand IIU Utilisé?

IIU est un traitement de fertilité souvent choisis par les couples qui ont essayé de concevoir pendant au moins un an, sans succès. IUI peut être choisi en tant que traitement de la fécondité avec l’une des conditions suivantes:

  • Infertilité inexpliquée
  • Faible numération des spermatozoïdes
  • La mobilité des spermatozoïdes a diminué
  • Exigence d’un donneur de sperme
  • Une condition col de l’utérus hostile, comme la glaire cervicale qui est trop épaisse
  • Tissu cicatriciel du col de procédures ou d’endométriose dernières
  • dysfonction éjaculation

IIU fournit le sperme d’un avantage en lui donnant une longueur d’avance, mais nécessite encore un spermatozoïde pour atteindre et féconder l’ovule de sa propre.

insemination

Comment Fonctionne IIU?

voici une vidéo qui illustre les différentes étapes cliquez sur ce lien :technique d’insémination intra-utérine

La procédure IIU est simple et peut être effectuée même si la femme ne reçoit pas de médicaments pour améliorer sa production d’œufs. De nombreux médecins encourager les femmes à prendre des médicaments pour stimuler les ovaires pour augmenter la production d’œufs afin d’améliorer les chances d’obtenir une grossesse.

Une échographie sera utilisée pour contrôler la taille des follicules (follicules se développent dans des œufs).L’hormone, la gonadotrophine chorionique humaine (hCG), est administré pour stimuler la libération d’ovules par les follicules.

Un échantillon de sperme sera lavé par le laboratoire pour séparer le sperme du liquide séminal. Un cathéter est utilisée pour injecter le sperme traité directement dans l’utérus. Ce procédé maximise le nombre de spermatozoïdes qui sont placés dans l’utérus, ce qui augmente la possibilité d’une conception. La procédure IIU prend peu de temps et implique un minimum d’inconfort. 

Quel est le succès IIU?

Les femmes de moins de 35 ans ont généralement des taux plus élevés de succès que les femmes de plus de 35 ans, mais le taux de réussite moyen pour IIU varie de 10-20% en un seul cycle. Avec IIU, comme avec d’autres méthodes d’insémination artificielle, le taux de réussite dépend principalement de la santé de la sperme et la femme.

Rééducation périnéale post partum

Publié le 1 février, 2013 par Dr. Maher Ftouh

Le périnée est le muscle qui entoure et soutient les organes génitaux externes de la femme, allant de la vulve jusqu’à l’anus. Lors de l’accouchement, il s’ouvre très largement pour laisser passer le bébé, ce qui le distend. Selon les femmes et les facteurs de risque liés à l’accouchement, ce muscle va plus ou moins bien récupérer sa fonction. S’il ne retrouve pas correctement sa tonicité, il y a de gros risques de voir apparaître des fuites urinaires à l’effort (lors de la pratique d’un sport, à l’éternuement, lorsqu’on tousse, lors des rapports sexuels…). En prévention, les gynécologues prescrivent désormais quasi-systématiquement une dizaine de séances de rééducation périnéale, à effectuer deux mois après la naissance.

Cette rééducation se pratique depuis une vingtaine d’années. Avec le recul, on constate qu’elle est efficace chez 40 % des femmes, mais inutile chez 30 % d’entre elles et insuffisante chez 20 % d’autres. Pourquoi ?

Les facteurs de risque à l’accouchement

Tout dépend de l’état du périnée après l’accouchement, plus ou moins mis à mal par la présence ou non de facteurs « de risque », qui l’abîment beaucoup :

  • Un bébé de plus de 3,7 kg ;
  • Un périmètre crânien supérieur à 35,5 cm ;
  • Une expression abdominale ;
  • L’emploi de forceps ;
  • L’incontinence pendant la grossesse ;
  • Un troisième accouchement.

Trois groupes de femmes

En fonction de ces facteurs de risques, il est désormais possible de classer les femmes en trois groupes :

  • 1er groupe : celles qui ont accouché naturellement et qui n’ont eu aucun de ces facteurs de risque, ou celles ayant eu une césarienne programmée. A la visite post-natale, le gynécologue ou la sage-femme vérifie le périnée et ne constate aucune anomalie. La femme ne se plaint d’aucune fuite urinaire. Pour celles-ci, soit près de 30 % des accouchées, la rééducation est inutile, il suffit de re-tonifier le muscle en faisant régulièrement chez soi les exercices de contraction recommandés ;
  • 2e groupe : les femmes présentant un ou deux facteurs de risques ainsi que quelques signes cliniques de fuites à l’effort, soit près de 40 % des femmes. A la visite post-natale, on constate que les muscles du périnée et /ou du vagin n’ont pas repris leur fonction normale. Cette légère distension peut entraîner une incontinence ou des bruits d’air vaginaux (lors de la gym ou des rapports sexuels). Là, la rééducation est vivement conseillée et efficace, à raison de 15 à 20 séances, deux mois après l’accouchement ;
  • 3e groupe : les femmes (10 à 20 %) ayant cumulé plusieurs facteurs de risque, par exemple un gros bébé avec utilisation de forceps et expression abdominale (lorsque l’on a appuyé sur votre ventre) lors d’un troisième accouchement. Là, le périnée a été fortement endommagé, ce qui provoque soit des bruits d’air vaginaux importants, soit une sensation de pesanteur abdominale associée à un prolapsus (descente d’organes), soit une forte incontinence urinaire. Ces troubles se rééduquent de façon plus spécifique, après une série d’examens particuliers (bilan périnéal, examen radiologique, exploration uro-dynamique et échographie). Il est recommandé de s’adresser à un kinésithérapeute ou une sage-femme spécialisés en pathologie périnéale (ayant donc suivi des formations complémentaires à la prise en charge de cette affection). La rééducation dépasse alors largement les 10 séances classiquement prescrites. On peut aller jusqu’à 30 à 40 séances, étalées sur un an, remboursées par la Sécurité sociale. Et si ces dernières s’avèrent insuffisantes, un traitement chirurgical pourra être proposé.

Sophie Pensa

Insuffisances ovariennes : comment les dépister ?

Publié le 11 janvier, 2013 par Dr. Maher Ftouh

Publié le 14 Déc 2012

F. LEPERLIER, T. FRÉOUR, P. BARRÈRE, Service de médecine et biologie de la reproduction, CHU Nantes

L’insuffisance ovarienne prématurée est habituellement définie comme une défaillance ovarienne périphérique survenant avant l’âge de 40 ans et caractérisée par une aménorrhée primaire ou secondaire de plus de 4 mois associée à un taux de gonadotrophines élevé et à une hypo-estrogénie. En pratique quotidienne de gynécologie et d’assistance médicale à la procréation, le terme d’insuffisance ovarienne a été étendu aux patientes répondant mal à la stimulation, quelle que soit la réalité de leur réserve ovarienne et quel que soit leur âge.
Ces patientes sont de plus en plus nombreuses dans nos consultations, puisque l’âge de l’exposition à la grossesse et le recours à l’AMP augmentent en Europe, dans un contexte démographique et social de progression de l’infertilité liée à l’âge. Nous allons tenter ici, après un bref rappel des données physiopathologiques et épidémiologiques actuelles, de faire le point sur les possibilités de dépistage de cette diminution de la réserve ovarienne et sur la prise en charge que nous pouvons éventuellement proposer à ces patientes pour améliorer leur fertilité.

Physiopathologie

Il existe naturellement avec l’âge un vieillissement ovarien lié à une baisse de la réserve folliculaire ovarienne associée à une dysovulation qui entraîne une diminution physiologique de la fertilité. Ce vieillissement, qui altère à la fois la folliculogenèse et la stéroïdogenèse, est un phénomène inéluctable et très précoce qui débute dès le 5e mois de la vie intra-utérine(1). Nous savons ainsi que sur le pool initial de 6 à 7 millions de follicules primordiaux, seuls 300 000 à 600 000 subsistent lors des ménarches et qu’il en reste moins de 1 000 au moment de la ménopause(2,3). Le concept de réserve ovarienne reflète la quantité, et probablement la qualité, des follicules primordiaux et primaires présents dans les ovaires à un instant donné ; sa diminution peut être liée à un pool initial réduit, à une accélération de l’apoptose ou à un blocage de la maturation folliculaire. L’apoptose accélérée des ovocytes pourrait être liée à l’augmentation des accidents méiotiques et à l’élimination des ovocytes qui en sont porteurs, ou à une augmentation du nombre de follicules entrant en croissance à chaque cycle et atrésiés lors du phénomène de dominance du follicule ovulatoire. On retrouve, en biologie de l’AMP, ces altérations ovocytaires liées à l’âge et touchant aussi bien le noyau que les mitochondries ou le cytosquelette(4,5). Sur le plan moléculaire, des recherches récentes ont mis en évidence chez l’animal une diminution, dans des ovocytes « âgés », de l’activité régulatrice du TGF-? et de l’IGF-1 qui sont indispensables au maintien de la qualité ovocytaire(6). Malgré toutes ces hypothèses, la physiopathologie de l’insuffisance ovarienne reste mal expliquée à l’heure actuelle.

Épidémiologie

Du point de vue épidémiologique, la prévalence de l’IOP serait de l’ordre de 1 à 3 % des femmes(7)avec une prévalence de 1/10 000 chez les femmes âgées de 20 ans, 1/1 000 chez les femmes de 30 ans et de plus de 1 % chez celles âgées de 40 ans(8). Il existe néanmoins une grande variabilité individuelle de l’âge de la diminution de la fertilité, sa distribution pouvant être corrélée à celle de la ménopause dont l’âge moyen en Europe est de 51 ans, mais qui peut varier entre 35 et 60 ans(9).

Figure 1. Les temps successifs de la vie génitale.

Pour Lambalk et coll., la diminution quantitative et qualitative du pool d’ovocytes est un phénomène débutant à l’âge de 31 ans, puis continu dans le temps, et exprimé cliniquement en plusieurs étapes évoluant d’une diminution de la fertilité jusqu’à la ménopause clinique(10) (figure 1).

Des études de population mettent également en évidence ce continuum puisque l’insuffisance ovarienne précoce est précédée d’une diminution de la fécondité naturelle avant même l’âge de 30 ans(10) et qu’une réponse médiocre répétée à la stimulation en vue de FIV est associée à l’apparition précoce de la phase clinique de préménopause(11,12). Des « cut-off » d’âge ont été étudiés, qu’il s’agisse de la fertilité spontanée, pour laquelle l’âge de 31 ans a été avancé puisque la fécondité naturelle diminue de façon drastique ensuite(13,14) ou de la fertilité après prise en charge en AMP, puisqu’on sait, dans ce contexte, que la probabilité d’avoir un enfant vivant décroît de façon importante après 35 ans(15,16).

Dans deux études récentes produisant des normogrammes, selon l’âge des femmes, du compte de follicules antraux (CFA) échographique et du taux sanguin d’hormone antimüllérienne (AMH), Almog et coll. font le constat d’une grande hétérogénéité de ces deux marqueurs au sein de la population féminine, avec une répartition inhomogène du vieillissement ovarien selon l’âge (figures 2 et 3)(17,18). Par ailleurs, et même si plusieurs outils diagnostiques de la réserve ovarienne sont en notre possession, il n’y a, pour l’instant, pas de consensus sur les valeurs seuils de ces marqueurs définissant une patiente insuffisante ovarienne ; des études doivent pourtant être réalisées dans ce sens puisque la définition de tels seuils permettrait d’informer tôt les patientes à risque d’insuffisance ovarienne et éventuellement d’avancer leur exposition à la grossesse, voire leur prise en charge en AMP.

Figure 2. Normogramme selon l’âge et le CFA. D’après Almog et coll., Fertil Steril, vol. 95, n°2, feb. 2011.

Il faut noter également qu’à réserve ovarienne égale sur le plan quantitatif, la qualité ovocytaire est peut-être davantage préservée chez les femmes plus jeunes, bien qu’il existe peu de données à ce sujet dans la littérature. Haadsma, cependant, relève un taux d’avortements spontanés précoces équivalent après FIV chez les patientes âgées de < 36 ans, qu’elles soient définies comme de « bonnes » ou de « mauvaises » répondeuses à la stimulation, alors que ce taux est augmenté chez les mauvaises répondeuses âgées de > 36 ans par rapport à leurs homologues bonnes répondeuses(19).

Précisons enfin le caractère familial de l’âge de la ménopause et l’existence de cas familiaux chez 10 à 15 % des patientes atteintes d’IOP, ce qui devra faire évoquer une anomalie des chromosomes sexuels ou une prémutation du gène FMR1, d’autres gènes candidats étant actuellement en cours d’étude(20).

Diagnostic d’une insuffisance ovarienne

D’après les recommandations récentes du Collège national de gynécologie et obstétrique français, un bilan de réserve ovarienne doit être réalisé dans le cadre d’une consultation pour hypofertilité si la femme est âgée de plus de 35 ans ou si elle présente des cycles courts ou irréguliers ou des antécédents d’agression ovarienne chirurgicale ou thérapeutique.

Il doit être réalisé également si on retrouve, à l’interrogatoire, des antécédents familiaux évocateurs, et systématiquement avant toute prise en charge en AMP, ce qui nous permettra, dans ce contexte, d’orienter le type de prise en charge et d’adapter le cas échéant les doses des traitements. Voici les outils disponibles pour évaluer la réserve ovarienne.

Figure 3. Normogramme selon l’âge et le CFA.
D’après Almog et coll., Fertil Steril, vol 95, n° 2, feb. 2011.

Marqueurs directs

Le compte histologique réel des follicules sur une biopsie ovarienne serait théoriquement un marqueur direct de la réserve ovarienne et plusieurs études ont mis en évidence une diminution, avec l’âge, de la densité de follicules sur une biopsie de cortex ovarien(21,22) ; cependant, certains auteurs ont montré que le nombre de follicules varie selon la zone de cortex biopsiée et que cet examen, outre son caractère très invasif, ne peut donc pas être utilisé comme reflet fiable de la réserve ovarienne(23,24).

Marqueurs indirects

Des marqueurs indirects de la réserve ovarienne doivent donc être utilisés.

• Signes cliniques de la diminution du pool ovocytaire

Nous passerons sur l’aménorrhée primaire, éventuellement associée à un impubérisme et à un retard de croissance des IOP constitutionnelles, les signes évocateurs chez nos patientes hypofertiles étant bien entendu plus discrets.

Il peut s’agir notamment de cycles irréguliers ou raccourcis, de signes cliniques d’hypo-estrogénie à type de manifestations vasomotrices, de sécheresse vaginale pouvant entraîner des dyspareunies et de manifestations urinaires (infections urinaires récidivantes, dysurie, mictions impérieuses). L’interrogatoire doit être particulièrement méticuleux en ce qui concerne la durée et la régularité des cycles menstruels ; en effet, la longueur des cycles diminue avec l’âge et la diminution du stock de follicules ovariens(14), cette diminution affectant principalement la phase folliculaire sans modifier la phase lutéale : ainsi, des auteurs retrouvent une phase folliculaire de 10 ± 2 jours à 40 ans contre 16 ± 4 jours avant 30 ans(25,26).

Un raccourcissement prématuré des cycles, même s’il est peu important (< 26 j) et s’il ne touche que quelques cycles, doit être pris en compte puisqu’il constitue un signe d’alerte d’une IOP(5). Enfin, l’âge chronologique luimême est un marqueur d’insuffisance ovarienne bien corrélé aux marqueurs histologiques, biologiques et échographiques, mais il ne permet pas de dépister à temps la diminution de la réserve, et il convient donc, comme le rappellent les recommandations du CNGOF, de réaliser un bilan de réserve ovarienne systématique chez une femme âgée de plus de 35 ans consultant pour un désir de grossesse, même en l’absence de signes cliniques évocateurs.

• FSH et estradiol

On sait depuis 1976 que le taux de FSH augmente en début de cycle quand la réserve ovarienne diminue(27), en raison de la diminution du feedback négatif de l’estradiol et de l’inhibine B, qui sont moins produits par le pool diminué de follicules(28).

Ce dosage doit, pour être interprétable, être réalisé à J2 ou J3 du cycle et être interprété en fonction de l’estradiolémie du même jour, puisqu’une hyperestradiolémie de début de cycle, qui marque elle aussi un début d’insuffisance ovarienne, peut masquer, dans un premier temps, l’augmentation du taux de FSH. Cette augmentation du taux de FSH est spécifique de la diminution de la réserve ovarienne, mais elle n’en constitue pas un marqueur idéal puisqu’elle présente une variabilité dans la technique de dosage et une grande variabilité technique intra- et intercycle et puisqu’elle est un marqueur trop tardif, intervenant seulement 10 ans avant la ménopause, ce qui correspond au moment où débute déjà l’infertilité(29).

Enfin, il n’existe pas de consensus réel quant au seuil péjoratif de FSH, les auteurs s’accordant tout de même à définir comme seuil d’alerte un taux de FSH > 10 UI/l avant 35 ans(30) et un taux d’estradiol > 50 pg/ml (200 pmol/l).

• AMH

Figure 4. Homogénéité du taux d’AMH au cours du cycle.
D’après Ttsepelidis et coll., HR, 2007.

Elle est produite par les cellules de la granulosa des follicules primaires et des petits follicules antraux, dont le nombre est corrélé à la taille du pool de follicules primordiaux, ce qui en fait un bon marqueur de cette réserve. L’AMH présente une bonne stabilité de résultat en intra- et intercycle(31), son dosage peut être effectué à tout moment du cycle(32,33) (figure 4). Il existe toutefois une hétérogénéité technique selon la méthode de dosage utilisée.

Plusieurs études ont montré une bonne corrélation entre le dosage de l’AMH et l’âge de la femme(29); ce dosage est aussi très bien corrélé au compte des follicules antraux(34), au nombre de follicules obtenus en FIV(35), à l’inhibine B et à la FSH(36). La diminution du taux d’AMH sanguin intervient plus précocement que l’augmentation de l’estradiolémie, puis de la FSH en début de cycle, et est un marqueur prédictif d’insuffisance ovarienne plus précoce et plus rentable sur le plan pratique(37,38).

De plus, des valeurs de références de cette hormone sont en cours de publication, ces seuils ayant été établis pour un âge donné et dans une population de femmes infertiles(39) (figure 5) :

• < 30 ans : > 3 ng/ml,
• de 30 à 35 ans : > 2 ng/ml,
• de 35 à 40 ans : > 1 ng/ml.

Rappelons enfin que, si l’AMH semble être un très bon marqueur prédictif de la réserve ovarienne, de la réponse ovarienne en AMP et du nombre de follicules recueillis en FIV, aucune étude n’a trouvé à ce jour un lien statistique entre taux d’AMH et chance d’obtention d’une grossesse, que ce soit spontanément ou après AMP(40).

Figure 5. Valeurs de référence de l’AMH selon l’âge.
D’après Seifer et coll. Fertil Steril 2011.

• Autres marqueurs biologiques

D’autres marqueurs biologiques de la réserve ovarienne ont été proposés, comme l’inhibine B, produite par les follicules antraux, et dont le taux varie en fonction de la phase du cycle menstruel. Des études avaient montré une diminution du taux d’inhibine B sanguin à J3, plus précoce que l’augmentation du taux de FSH(41), mais d’autres ont mis en évidence que la corrélation inverse entre âge et taux d’inhibine B n’était significative que peu de temps avant la phase périménopausique(29), ce qui ne permettait pas d’utiliser ce dosage comme un bon marqueur prédictif d’insuffisance ovarienne.

L’inhibine A, secrétée par le follicule mature et le corps jaune, voit ses taux diminuer chez les femmes plus âgées(42), mais beaucoup trop tardivement pour que son dosage puisse être utilisé en pratique clinique. Des variations des taux sanguins de progestérone(43) et de LH(44) existent également chez les femmes plus âgées mais, même si leur étude nous permet de mieux comprendre la physiologie de la phase de la périménopause, aucun de ces dosages n’est utilisable en pratique.

• Tests biologiques dynamiques

Les tests au citrate de clomiphène, à la FSH ou au GnRH sont possibles mais ils sont chers, invasifs, peu standardisés et pas plus informatifs que les dosages statiques ; nous n’en recommandons pas l’utilisation.

• Échographie ovarienne

Elle fait également partie de l’arsenal disponible pour évaluer la réserve ovarienne et peut permettre de réaliser un compte des follicules antraux, de mesurer le volume ovarien et d’évaluer la vascularisation périovarienne.

– Le compte des follicules antraux (CFA), contrairement aux autres critères échographiques cités, a une réelle correspondance avec le nombre de follicules retrouvés sur les analyses histologiques(45). Des recommandations récentes ont été publiées pour standardiser la réalisation de cet examen échographique et ainsi tenter de limiter la variabilité interopérateur, qui en est un des principaux écueils(46) ; les auteurs recommandent la réalisation d’une échographie endovaginale en mode 2D réalisée en début de cycle et comptant les follicules de 2 à 10 mm inclus (encadré).

Le CFA est prédictif de la réponse à la stimulation et du nombre d’ovocytes que l’on peut prétendre obtenir en FIV(47) ; un CFA bas est associé à un risque de mauvaise réponse à la stimulation(48), avec la même valeur prédictive négative que l’AMH(49) ; il permet de faire le diagnostic d’insuffisance ovarienne de façon plus précoce que les dosages de FSH et E2 en début de cycle(50). En revanche, le CFA, pas plus que les dosages biologiques, ne reflète la qualité ovocytaire ou embryonnaire(51), ni les chances de grossesse(47). Par ailleurs, il n’existe pas non plus pour ce critère de valeur seuil admise par tous, la valeur inférieure variant de 4 à 8 follicules par ovaire selon les équipes. L’équipe canadienne, déjà citée, vient toutefois de publier un normogramme des valeurs du CFA selon l’âge de la femme(18) qui met en évidence une décroissance du CFA avec l’âge, cette décroissance étant plus rapide à partir de 35 ans pour les patientes ayant un CFA plus élevé au départ.

– La mesure du volume ovarien est facilement réalisée lors de l’échographie de début de cycle. Une étude a mis en évidence une diminution de ce volume avec l’âge, mais seulement après l’âge de 35 ans(52) et une revue récente démontre que le volume ovarien prédit mal une mauvaise réponse à la stimulation(53). En outre, plusieurs études ont montré que le CFA et le dosage de l’AMH étaient de meilleurs facteurs prédictifs de la réponse ovarienne en FIV que la mesure du volume ovarien(54).

– Plusieurs paramètres de la vascularisation ovarienne ont été proposés comme marqueurs de la réserve folliculaire :mesure du pic systolique, index de pulsatilité et index de résistance des flux Doppler(10), sans qu’aucun n’ait prouvé son efficacité en termes de prédiction de l’âge de la ménopause ou de réponse à la stimulation en FIV.

Conclusion

Le dépistage d’une IOP doit être réalisée en cas de signes cliniques ou d’interrogatoire évocateurs, ou après 35 ans en cas de désir de grossesse et systématiquement avant toute prise en charge en AMP.

Les meilleurs outils pour le réaliser sont le dosage de l’AMH et le CFA qui sont associés de manière équivalente à l’âge de survenue de la ménopause et à la réponse possible à la stimulation ovarienne ; toutefois, aucun de ces marqueurs ne permet encore de prédire les chances de grossesse, qu’elles soient spontanées ou après AMP. Les résultats de ces examens doivent nous permettre d’orienter au mieux les couples dans leur demande d’aide à la procréation.

Références

1. Christin-Maitre, General mechanism of premature ovarian failure and clinical check-up. Gynécologie Obstétrique Fertilité 2008 ; 36 : 857-61.
2. Block E. A quantitative morphological investigation of the follicular system in newborn female infants. Acta Anat(Basel) 1953 ; 17(3) : 201-6.
3. Richardson SJ, Senikas V,  Nelson JF. Follicular depletion during the menopausal transition: evidence for accelerated loss and ultimate exhaustion. J Clin Endocrinol Metab 1987 ; 65(6) : 1231-7.
4. Goud P et al. Fertilization abnormalities and pronucleus size asynchrony after intracytoplasmic sperm injection are related to oocyte postmaturity. Fertil Steril 1999 ; 72(2) : 245-52.
5. te Velde ER,  Pearson PL. The variability of female reproductive ageing. Hum Reprod Update 2002 ; 8(2) : 141-54.
6. Luo S et al. TGF-beta and insulin signaling regulate reproductive aging via oocyte and germline quality maintenance.Cell 2010 ; 143(2) : 299-312.
7. Aiman J, Smentek C. Premature ovarian failure. Obstet Gynecol 1985 ; 66(1) : 9-14.
8. Coulam CB, Adamson SC, Annegers JF. Incidence of premature ovarian failure. Obstet Gynecol 1986 ; 67(4) : 604-6.
9. van Noord PA et al. Age at natural menopause in a population-based screening cohort: the role of menarche, fecundity, and lifestyle factors. Fertil Steril 1997 ; 68(1) : 95-102.
10. Lambalk CB et al. Testing ovarian reserve to predict age at menopause. Maturitas 2009 ; 63(4) :280-91.
11. de Boer EJ et al. Increased risk of early menopausal transition and natural menopause after poor response at first IVF treatment. Hum Reprod 2003 ; 18(7) : 1544-52.
12. Nikolaou D et al. Is there a link between an extremely poor response to ovarian hyperstimulation and early ovarian failure? Hum Reprod 2002 ; 17(4) : 1106-11.
13. van Noord-Zaadstra BM et al. Delaying childbearing: effect of age on fecundity and outcome of pregnancy. BMJ 1991 ; 302(6789) : 1361-5.
14. Treloar AE et al. Variation of the human menstrual cycle through reproductive life. Int J Fertil 1967 ; 12(1 Pt 2) : 77-126.
15. Templeton A, Morris JK, Parslow W. Factors that affect outcome of in-vitro fertilisation treatment. Lancet 1996 ; 348(9039) : 1402-6.
16. Pregnancies and births resulting from in vitro fertilization: French national registry, analysis of data 1986 to 1990. FIVNAT (French In Vitro National). Fertil Steril 1995 ; 64(4) : 746-56.
17. Almog B et al. Age-related normograms of serum antimullerian hormone levels in a population of infertile women: a multicenter study. Fertil Steril 2011 ; 95(7) : 2359-63, 2363 e1.
18. Almog B et al. Age-related normogram for antral follicle count: McGill reference guide. Fertil Steril 2011 ; 95(2) : 663-6.
19. Haadsma ML et al. Miscarriage risk for IVF pregnancies in poor responders to ovarian hyperstimulation. Reprod Biomed Online 2010 ; 20(2) : 191-200.
20. Laissue P et al. Recent advances in the study of genes involved in non-syndromic premature ovarian failure. Mol Cell Endocrinol 2008 ; 282(1-2) : 101-11.
21. Lass A et al. Follicular density in ovarian biopsy of infertile women: a novel method to assess ovarian reserve. Hum Reprod 1997 ; 12(5) : 1028-31.
22. Hansen KR et al. A new model of reproductive aging: the decline in ovarian non-growing follicle number from birth to menopause. Hum Reprod 2008 ; 23(3) : 699-708.
23. Lass A. Assessment of ovarian reserve – is there a role for ovarian biopsy? Hum Reprod 2001 ; 16(6) :1055-7.
24. Lambalk CB et al. Assessment of ovarian reserve. Ovarian biopsy is not a valid method for the prediction of ovarian reserve. Hum Reprod 2004 ; 19(5) : 1055-9.
25. Lenton EA et al. Normal variation in the length of the follicular phase of the menstrual cycle: effect of chronological age. Br J Obstet Gynaecol 1984 ; 91(7) : 681-4.
26. Munster K, Schmidt L, Helm P. Length and variation in the menstrual cycle–a cross-sectional study from a Danish county. Br J Obstet Gynaecol 1992 ; 99(5) : 422-9.
27. Sherman BM, West JH, Korenman SG. The menopausal transition: analysis of LH, FSH, estradiol, and progesterone concentrations during menstrual cycles of older women. J Clin Endocrinol Metab 1976 ; 42(4) : 629-36.
28. Klein NA et al. Age-related analysis of inhibin A, inhibin B, and activin a relative to the intercycle monotropic follicle-stimulating hormone rise in normal ovulatory women. J Clin Endocrinol Metab 2004 ; 89(6) : 2977-81.
29. van Rooij IA et al. Serum antimullerian hormone levels best reflect the reproductive decline with age in normal women with proven fertility: a longitudinal study. Fertil Steril 2005 ; 83(4) : 979-87.
30. Sills ES, Alper MM, Walsh AP. Ovarian reserve screening in infertility: practical applications and theoretical directions for research. Eur J Obstet Gynecol Reprod Biol 2009 ; 146(1) : 30-6.
31. Fanchin R et al. High reproducibility of serum anti-Mullerian hormone measurements suggests a multi-staged follicular secretion and strengthens its role in the assessment of ovarian follicular status. Hum Reprod 2005 ; 20(4) : 923-7.
32. La Marca A et al. Serum anti-Mullerian hormone throughout the human menstrual cycle. Hum Reprod 2006 ; 21(12) : 3103-7.
33. Tsepelidis S et al. Stable serum levels of anti-Mullerian hormone during the menstrual cycle: a prospective study in normo-ovulatory women. Hum Reprod 2007 ; 22(7) : 1837-40.
34. de Vet A et al. Antimullerian hormone serum levels: a putative marker for ovarian aging. Fertil Steril 2002 ; 77(2) : 357-62.
35. Seifer DB et al. Early follicular serum mullerian-inhibiting substance levels are associated with ovarian response during assisted reproductive technology cycles. Fertil Steril 2002 ; 77(3) : 468-71.
36. Fanchin R et al. Serum anti-Mullerian hormone is more strongly related to ovarian follicular status than serum inhibin B, estradiol, FSH and LH on day 3. Hum Reprod 2003 ; 18(2) : 323-7.
37. Barad DH, Weghofer A, Gleicher N. Utility of age-specific serum anti-Mullerian hormone concentrations. Reprod Biomed Online 2011 ; 22(3) : 284-91.
38. Gleicher N, Weghofer A, Barad DH. Discordances between follicle stimulating hormone (FSH) and anti-Mullerian hormone (AMH) in female infertility. Reprod Biol Endocrinol 2010 ; 8 : 64.
39. Seifer DB, Baker VL, Leader B. Age-specific serum anti-Mullerian hormone values for 17,120 women presenting to fertility centers within the United States. Fertil Steril 2011 ; 95(2) : 747-50.
40. Jayaprakasan K et al. A prospective, comparative analysis of anti-Mullerian hormone, inhibin-B, and three-dimensional ultrasound determinants of ovarian reserve in the prediction of poor response to controlled ovarian stimulation. Fertil Steril 2010 ; 93(3) : 855-64.
41. Seifer DB et al. Day 3 serum inhibin-B is predictive of assisted reproductive technologies outcome. Fertil Steril 1997 ; 67(1) : 110-4.
42. Santoro N, Adel T, Skurnick JH. Decreased inhibin tone and increased activin A secretion characterize reproductive aging in women. Fertil Steril 1999 ; 71(4) : 658-62.
43. Sowers MR et al. Anti-mullerian hormone and inhibin B in the definition of ovarian aging and the menopause transition. J Clin Endocrinol Metab 2008 ; 93(9) : 3478-83.
44. de Koning CH et al. Elevated FSH concentrations in imminent ovarian failure are associated with higher FSH and LH pulse amplitude and response to GnRH. Hum Reprod 2000 ; 15(7) : 1452-6.
45. Faddy MJ et al. Accelerated disappearance of ovarian follicles in mid-life: implications for forecasting menopause.Hum Reprod 1992 ; 7(10) : 1342-6.
46. Broekmans FJ et al. The antral follicle count: practical recommendations for better standardization. Fertil Steril 2010 ; 94(3) : 1044-51.
47. Broer SL et al. AMH and AFC as predictors of excessive response in controlled ovarian hyperstimulation: a meta-analysis. Hum Reprod Update 2011 ; 17(1) : 46-54.
48. Hsu A et al. Antral follicle count in clinical practice: analyzing clinical relevance. Fertil Steril 2011 ; 95(2) : 474-9.
49. Broer SL et al. The role of antimullerian hormone in prediction of outcome after IVF: comparison with the antral follicle count. Fertil Steril 2009 ; 91(3) : 705-14.
50. Broekmans FJ et al. Antral follicle counts are related to age at natural fertility loss and age at menopause.Menopause 2004 ; 11(6 Pt 1) : 607-14.
51. Melo, M.A., et al., Antral follicle count (AFC) can be used in the prediction of ovarian response but cannot predict the oocyte/embryo quality or the in vitro fertilization outcome in an egg donation program. Fertil Steril, 2009. 91(1): p. 148-56.
52. Pavlik, E.J., et al., Ovarian volume related to age. Gynecol Oncol, 2000. 77(3): p. 410-2.
53. Broekmans, F.J., et al., A systematic review of tests predicting ovarian reserve and IVF outcome. Hum Reprod Update, 2006. 12(6): p. 685-718.
54. Giacobbe, M., et al., The usefulness of ovarian volume, antral follicle count and age as predictors of menopausal status. Climacteric, 2004. 7(3): p. 255-60.

Nouvelles recommendations pour le dépistage de la Trisomie 21

Publié le 4 mai, 2012 par Dr. Maher Ftouh

La trisomie 21, ou syndrome de Down, est la plus fréquente des anomalies chromosomiques. Elle est due à la présence d’un chromosome 21 surnuméraire et peut se traduire par de multiples malformations anatomiques, un phénotype particulier et une déficience mentale plus ou moins sévère. Le dépistage prénatal vise à fournir aux femmes enceintes qui le souhaitent, les éléments d’information les plus fiables sur le niveau de risque de trisomie 21 fœtale de la grossesse en cours.

Il est actuellement recommandé de proposer aux femmes enceintes un dépistage combiné du 1er trimestre de la grossesse. L’examen sera pratiqué de 11,0 à 13 semaines d’aménorrhée + 6 jours (soit de la douzième à la quatorzième semaine d’aménorrhée). Les marqueurs sériques biologiques recherchés sont : la sous-unité bêta libre de l’HCG et la protéine plasmatique placentaire de type A (PAPP-A). L’échographie du premier trimestre sera pratiquer afin  de mesurer  la clarté nucale (espace anéchogène pure derrière la nuque).

 

 

Le calcul de risque combinera la mesure de la clarté nucale, la longueur crânio-caudale à la date de l’échographie du premier trimestre, les résultats des deux dosages biologiques, l’âge de la patiente et l’âge gestationnel à la date du prélèvement sanguin et en prenant en compte d’autres données pouvant influer sur les valeurs des marqueurs, notamment le poids, le tabagisme, l’origine géographique et les antécédents de trisomie 21. Les données échographiques du premier trimestre (mesure de la clarté nucale et de la longueur crânio-caudale à la date de l’échographie), sont indispensables pour le calcul du risque.

La  réalisation d’un diagnostic prénatal d’emblée pour les femmes de 38 ans et plus, sans offre de recours préalable au dépistage, n’est plus justifiée. Les stratégies de dépistage permettent en effet d’obtenir, dans ces tranches d’âge, des taux de détection très élevés tout en assurant une diminution majeure des taux de prélèvements fœtaux.

Le  Dépistage séquentiel intégré au deuxième trimestre pourra être utilisé si les conditions de l’organisation d’un dépistage combiné au premier trimestre, notamment la disponibilité des marqueurs sériques du premier trimestre, ne peuvent être réalisés l’examen biochimique sera alors pratiqué de 14,0 à 17 semaines d’aménorrhée + 6 jours (soit de la quinzième à la dix-huitième semaine d’aménorrhée). Les marqueurs biologiques recherchés sont alors la sous-unité bêta libre de l’HCG et l’alpha-fœtoprotéine (AFP) Le calcul du risque de trisomie 21 fœtale comportera là aussi l’intégration de la valeur échographique de la clarté nucale, réalisée lors de l’écho du premier trimestre de la grossesse.

Vaginose bactérienne et pathologie obstétricale

Publié le 27 mars, 2012 par Dr. Maher Ftouh

Publié le 5 Jan 2012
J.-P. MENARD, Hôpital Nord, Marseille
La vaginose bactérienne (VB) est un déséquilibre de la flore vaginale. Il existe une association statistique entre la présence d’une VB en début de grossesse et la survenue de complications obstétricales dont notamment l’accouchement prématuré. Si le dépistage et le traitement de la VB asymptomatique chez les patientes à bas risque ne sont pas recommandés, la prise en charge des patientes à haut risque de prématurité est controversée. L’utilisation des techniques de biologie moléculaire, par une approche objective et rationnelle du déséquilibre de la flore vaginale, permettrait de réévaluer le lien entre VB et complications obstétricales.
La cavité vaginale est colonisée à l’état normal par des lactobacilles (figure 1). La disparition des lactobacilles au profit de bactéries jusque-là minoritaires et de bactéries anaérobies conduit à la VB (figure 2, illustration). La VB est une pathologie fréquente qui serait même la première cause de vaginite, avant les infections vaginales à Candida spp. Si l’écoulement vaginal et l’odeur sont les symptômes les plus fréquemment associés au diagnostic de VB, la majorité des femmes ayant une VB ne présente pas de symptôme.

Diagnostic de vaginose bactérienne
Il existe actuellement deux méthodes de référence.
Diagnostic clinique
La technique d’Amsel est basée sur des éléments cliniques.
Elle est fondée sur la présence de 3 des 4 critères suivants :
– pH vaginal > 4,5 ;
– sécrétions vaginales grisâtres, homogènes et adhérentes à la paroi vaginale ;
– odeur vaginale caractérisée de poisson avarié après mise en contact des pertes vaginales avec quelques gouttes d’hydroxyde de potasse à 10 % (sniff test) ;

Figure 1. Flore normale
– présence de clue cells (au moins 20 %) à l’examen microscopique à l’état frais des secrétions vaginales. Le caractère inconstant et subjectif des critères cliniques a conduit à la recherche et au développement d’un outil diagnostique complémentaire.
Diagnostic microscopique
La méthode de Nugent est basée sur une évaluation semiquantitative de 3 morphotypes bactériens en se fondant sur l’examen au microscope des secrétions vaginales après coloration de Gram (tableau 1).
L’établissement du score tient compte pour l’essentiel de la corrélation inverse entre la concentration en lactobacilles et les concentrations de deux autres morphotypes bactériens.
Un score ? 7 définit une VB. Il existe une corrélation étroite entre le diagnostic de VB par les critères d’Amsel et par le score de Nugent. Mais des divergences de classification surviennent essentiellement pour les flores de la catégorie intermédiaire.

De plus, l’implication clinique du groupe des flores intermédiaires est sujette à caution.
Certains auteurs considèrent la flore intermédiaire comme une flore de transition ; pour d’autres, il s’agit d’un groupe hétérogène regroupant des flores normales et des VB. Enfin, sa réalisation est limitée car le score de Nugent nécessite un personnel de laboratoire rodé à la technique et à l’interprétation du score.

Vaginose bactérienne et grossesse
La prévalence de la VB pendant la grossesse varie de 5 à 55 % selon les études. L’origine géographique influe sur sa prévalence. En effet, contrairement aux populations du nord de l’Amérique où la prévalence est élevée (18 % à 55 %), on constate en Europe et en France une prévalence plus faible (5 % à 14 %). Il est à noter que la prévalence de la VB est plus élevée en début qu’en fin de grossesse. Il existe une résolution spontanée de la VB de l’ordre de 30 % à 60 %. À l’inverse, moins de 10 % des patientes présentant une flore normale en début de grossesse développeront une VB.

Vaginose bactérienne et complications obstétricales
Pendant la grossesse, la présence d’une VB est associée à un risque de complications obstétricales : rupture prématurée des membranes, prématurité, chorioamniotite, naissance d’enfants de petits poids (tableau 2). L’association entre VB et prématurité a fait l’objet de nombreuses publications depuis les vingt dernières années.

Il faut retenir des métaanalyses que les femmes enceintes présentant une VB ont un risque d’accouchement prématuré deux fois supérieur à celui des femmes n’en présentant pas. Ce risque est d’autant plus élevé que le diagnostic est porté en début de grossesse et notamment avant 16 SA. Pour les cas où la grossesse se complique d’une menace d’accouchement prématuré, la présence d’une VB est péjorative car elle multiplie par deux le risque d’accoucher avant 37 SA. Si la VB est associée à la prématurité, aucune association n’a été démontrée entre VB, infection néonatale et mortalité périnatale. En plus de la prématurité, les données des métaanalyses montrent que la présence d’une VB augmente le risque de fausse couche tardive et celui d’infection maternelle dans le post-partum.

Hypothèse physiopathologique
L’association de la VB à la rupture prématurée des membranes, à la chorioamniotite, à l’accouchement prématuré et à l’infection du post-partum suggère un rôle de l’infection génitale ascendante depuis la flore vaginale jusqu’aux membranes dans la physiopathologie de l’accouchement prématuré. D’autres éléments de nature immunitaire, la susceptibilité individuelle à l’infection (production de cytokines) et le déterminisme génétique (l’allèle TNF-?2 et IL-1ra 2), mais aussi les propriétés des microorganismes de la flore vaginale (productions d’enzymes hydrolytiques et de toxines) sont des paramètres à considérer dans la physiopathologie de l’accouchement prématuré. Malgré ces notions, le lien entre VB et prématurité reste imparfaitement compris.

Traitement de la vaginose bactérienne symptomatique
D’après l’ensemble des données de la littérature, le traitement de la VB symptomatique est recommandé pendant la grossesse (tableau 3).

Le métronidazole en prise orale pendant 7 jours est la posologie à privilégier. Le taux de guérison clinique et microbiologique est de 70 à 85 %. Il n’est pas rapporté dans cette indication d’effet tératogène. La prise orale est à privilégier du fait de l’association vraisemblable d’une infection génitale haute subclinique à la VB.
Dépistage de la vaginose bactérienne asymptomatique
L’infection intra-utérine par voie ascendante et/ou l’activation des mécanismes de l’inflammation au niveau des membranes amnio-choriales sont les principales étiologies conduisant à la mise en travail spontané et/ou à la rupture prématurée des membranes. Dans ce contexte, la VB semble être une cible privilégiée de lutte contre la prématurité puisqu’il existe un lien statistique démontré entre VB et prématurité. Il a donc été proposé un dépistage et un traitement de la VB asymptomatique afin de réduire le taux de naissances prématurées. Les premières études thérapeutiques et les métaanalyses des années 2000 ont montré une réduction du taux d’accouchements prématurés par le dépistage et le traitement de la VB asymptomatique en début de grossesse dans le groupe des patientes à risque. En revanche, il n’existait pas de bénéfice pour la population sans antécédent. Aussi, de nombreuses sociétés savantes ont-elles préconisé la mise en place d’un dépistage chez les patientes à haut risque d’accouchement prématuré. En France, la Haute Autorité de Santé recommande depuis 2001 le dépistage et le traitement de la VB en début de grossesse chez toutes les patientes ayant un antécédent de prématurité. Les métaanalyses dernièrement publiées confirment l’absence de bénéfice du dépistage des populations à bas risque. En revanche, les arguments scientifiques sont jugés insuffisants pour recommander une politique de dépistage chez les patientes à haut risque d’accouchement prématuré. Cependant, ces métaanalyses mettent en évidence l’extrême hétérogénéité des études concernant notamment les critères utilisés pour le diagnostic de la VB et l’évaluation de l’efficacité du traitement. Des investigations supplémentaires sont donc nécessaires pour améliorer le diagnostic du déséquilibre de la flore vaginale et l’identification des bactéries de la flore vaginale impliquées dans les complications observées.

Apport de la biologie moléculaire
Les limites à l’étude de la VB sont celles imposées par les outils utilisés qui ont longtemps été l’examen direct et la culture. Depuis 2005, l’application des techniques de biologie moléculaire a permis d’approfondir nos connaissances sur la flore vaginale par l’accès à des bactéries difficilement ou non cultivables. La VB apparaît schématiquement représentée par une inflation du nombre de microorganismes comprenant des bactéries connues (Gardnerella vaginalis, Mobiluncus mulieris, Megasphaera spp., Leptotrichia spp., Sneathia spp., Eggerthella hongkongensis, Prevotella spp.) et des bactéries nouvellement identifiées comme l’Atopobium vaginae et BVAB (Bacterial vaginosisassociated bacteria). Parmi ces bactéries, ce sont G. vaginalis et A. vaginae qui ont les concentrations les plus élevées. L’inverse a été observé pour les concentrations en lactobacilles. Afin d’améliorer le diagnostic des anomalies de la flore vaginale, certains auteurs ont proposé l’utilisation de la biologie moléculaire. La détection de certains micro-organismes comme le Megasphaera, la présence des bactéries du groupe des BVAB, celle d’Eggerthella-like bacterium ou celle l’Atopobium spp. est fortement associée au diagnostic de VB. Mais c’est la technique de PCR quantitative en temps réel qui semble la plus performante en précisant la charge vaginale de chaque micro-organisme détecté. Il a été démontré que la combinaison de la charge d’A. vaginae (? 108/ml) et de G. vaginalis (? 109/ml) présentait des valeurs élevées en sensibilité (95 %) et en spécificité (99 %) pour le diagnostic de VB. De plus, ces critères moléculaires permettent la caractérisation de la flore intermédiaire (score de Nugent entre 4 et 6) qui apparaît comme une flore hétérogène composée de véritables VB et de flores normales. Le lien entre les anomalies moléculaires de la flore vaginale et les complications obstétricales a été très récemment exploré. Tout d’abord, au sein d’une population hospitalisée dans une maternité de type III pour une menace d’accouchement prématuré, les concentrations élevées en A. vaginae et en G. vaginalis étaient statistiquement plus fréquentes dans le groupe des patientes ayant accouché prématurément que dans le groupe des patientes ayant accouché à terme. De plus, le délai entre le diagnostic de menace d’accouchement prématuré et le terme de l’accouchement était d’autant plus court que les concentrations vaginales en A. vaginae et en G. vaginalis étaient élevées. Ceci laisse à penser que la charge vaginale de ces deux bactéries est impliquée dans la survenue de l’accouchement prématuré. Par ailleurs, l’identification d’A. vaginae dans le liquide amniotique dans le contexte de rupture prématurée des membranes permet d’évoquer l’hypothèse d’une colonisation depuis le vagin par voie ascendante. Enfin, un cas rapporté d’avortement septique, impliquant A. vaginae, consécutif à une biopsie trophoblastique réalisée par voie transcervicale à 12 SA illustre le caractère pathogène de ce micro-organisme lors de la grossesse. L’approfondissement et la confirmation de ces éléments apparaissent indispensables à une meilleure connaissance du lien entre flore vaginale et complications obstétricales.

Conclusion
Il existe un lien avéré entre vaginose bactérienne et prématurité. Cependant, les données de la littérature sont contradictoires sur l’éventuel bénéfice des stratégies de dépistage/traitement dans la population à haut risque. Des investigations supplémentaires sont nécessaires afin de comprendre les mécanismes physiopathologiques impliqués dans les complications obstétricales. Ces investigations passent inévitablement par l’application des techniques récentes de biologie moléculaire.
Références Lamont RF. The vaginal microbiome: new information about tract flora using molecular based techniques. BJOG 2011 ; 118 : 533-49.
Menard JP et al.High vaginal concentrations of Atopobium vaginae and Gardnerella vaginalis in women undergoing preterm labor. Obstet Gynecol 2010 ; 115 : 134-40.
http://www.cdc.gov/mmwr/pdf/rr/ rr5912.pdf
Nygren P et al. Screening and treatment for bacterial vaginosis in pregnancy: systematic review to update the 2001 U.S. Preventive Services Task Force Recommendation. 2008 ; Report No.: 08-05106-EF-1.

Horaires d’ouverture du cabinet Du Dr. Maher Ftouh

Lundi-Vendredi : 9h - 13h // 15h - 19h
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